Auswirkungen von N

Wissenschaftliche Berichte Band 13, Artikelnummer: 12502 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Es sollte die Wirkung des Antioxidans N-Acetylcystein (NAC) auf die Proliferation und Apoptose in embryonalen Zellen von Drosophila S2, die das CG8005-Gen stören, durch Abfangen intrazellulärer reaktiver Sauerstoffspezies (ROS) untersucht werden. Die störende Wirksamkeit des CG8005-Gens in embryonalen Zellen von Drosophila S2 wurde durch quantitative Echtzeit-PCR (qRT-PCR) verifiziert. Verschiedene Konzentrationen von NAC und phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) wurden verwendet, um die embryonalen Zellen von Drosophila S2 zu beeinflussen. Der Wachstumszustand der embryonalen Zellen von Drosophila S2 wurde mit einem Lichtmikroskop beobachtet. Zwei Sonden Dihydroethidium (DHE) und 2,7-Dichlordihydrofluoresceinacetoacetat (DCFH-DA) wurden verwendet, um die ROS-Produktion in jeder Gruppe nach Immunfluoreszenzfärbung zu beobachten. TUNEL-Färbung und Durchflusszytometrie wurden verwendet, um den Apoptosegrad von Drosophila-S2-Embryonen zu untersuchen, und CCK-8 (Cell Counting Kit-8) wurde verwendet, um die Lebensfähigkeit der Zellen von Drosophila-S2-Embryonen zu ermitteln. Die Knockdown-Effizienz des siCG8005-2-Fragments war hoch und stabil, was durch die Interferenzeffizienz (P < 0,05) bestätigt wurde. Es gab keine signifikante Veränderung im Wachstum der embryonalen Zellen von Drosophila S2 nach der Behandlung mit NAC im Vergleich zur PBS-Gruppe. Darüber hinaus führte das Ausschalten des CG8005-Gens zu einem Anstieg der ROS und der Apoptose in embryonalen Drosophila S2-Zellen (P < 0,05) und einer Abnahme der Proliferationsaktivität (P < 0,05). Darüber hinaus könnte die Vorbehandlung mit dem Antioxidans NAC die ROS-Produktion in embryonalen Drosophila S2-Zellen hemmen (P < 0,05), die Zellapoptose reduzieren (P < 0,05) und das Zellüberleben verbessern (P < 0,05). Das CG8005-Gen in embryonalen Zellen von Drosophila S2 könnte die Proliferation und Apoptose von embryonalen S2-Zellen regulieren, indem es die Redoxhomöostase stört, und das Antioxidans NAC könnte die Zellapoptose hemmen und die Zellproliferation fördern, indem es ROS in embryonalen Zellen von Drosophila S2 abfängt, was voraussichtlich neuartige Ergebnisse liefern wird Erkenntnisse zur Pathogenese männlicher Unfruchtbarkeit und Spermatogenese.

Die intrazelluläre Redoxhomöostase, die sich auf das dynamische Gleichgewicht zwischen oxidierenden und reduzierenden Spezies bezieht, spielt eine entscheidende Rolle bei der Aufrechterhaltung normaler physiologischer Prozesse, einschließlich Zellwachstum, Stoffwechsel, Apoptose und Proliferation1,2. Wenn der Körper schädlichen Reizen ausgesetzt ist, geraten das oxidative System und das antioxidative System aus dem Gleichgewicht und neigen dann dazu, oxidativ zu reagieren, was zur Infiltration von Neutrophilen, zur Proteasesekretion und zur Produktion einer großen Anzahl oxidativer Zwischenprodukte führt3,4. Reaktive Sauerstoffspezies (ROS) ist ein allgemeiner Begriff für aktive sauerstoffhaltige Verbindungen, einschließlich Hydroxylradikal (·OH), Wasserstoffperoxid (H2O2) und Superoxidradikal (O2−), die im Prozess des oxidativen Stoffwechsels entstehen5,6,7 . Unter normalen Bedingungen kann der Körper unter der Wirkung von Enzymen, die freie Radikale abfangen, und Antioxidantien eine kleine Menge ROS produzieren, um das Gleichgewicht des Sauerstoffstoffwechsels aufrechtzuerhalten8,9. Nach den schädlichen Reizen kann jedoch eine große Menge an ROS produziert werden, was zu einer Störung der Redoxhomöostase führt und letztendlich zum Auftreten von oxidativem Stress beiträgt10. In den letzten Jahren häuften sich die Beweise dafür, dass oxidativer Stress eng mit dem Auftreten von Zellproliferation und Apoptose zusammenhängt. Die Behandlung mit Oxidationsmitteln kann Apoptose auslösen und die Zellproliferation hemmen, während der Einsatz von Antioxidantien die Apoptose reduzieren und die Lebensfähigkeit der Zellen erhöhen kann11,12. N-Acetylcystein (NAC), ein thiolhaltiger Antioxidans- und Glutathion (GSH)-Vorläufer, könnte oxidativen Stress abschwächen, indem es freie Radikale abfängt und die Aktivität antioxidativer Enzyme stimuliert13,14. Es gibt einen Bericht, dass die Verwendung von NAC auch mit einer signifikanten Verringerung der Lipidperoxidation und einem signifikanten Anstieg der GSH-Spiegel in der Leber und den Erythrozyten von Mäusen verbunden war15.

CG8005 ist eine desoxygenierte Threonin-Synthase, die die NAD-abhängige oxidative Spaltung von Spermidin katalysiert. Mithilfe der Analyse des Online-Tools Bing (string db. Org/network/7227.FBpp0072081) kann es zu einer Wechselwirkung zwischen dem Protein des Initiationsfaktors 5A (elf-5A) und der eukaryontischen Translation kommen, die an der Reaktion auf oxidativen Stress und der Integrität der Zellmembran beteiligt sein kann16. Frühere Studien haben gezeigt, dass CG8005 die Reaktion auf oxidativen Stress beeinflussen und am Proliferations- und Apoptoseprozess der testikulären reproduktiven Stammzellen von Drosophila beteiligt sein kann17.

Embryonale Zellen von Drosophila S2 sind als Zellmodell für die Expression fremder Proteine ​​gewöhnlichen Säugetierzellen überlegen. Wenn das Zielgen durch experimentelle Vorgänge in das Zellgenom integriert wird, können embryonale Zellen von Drosophila S2 die korrekte Transkription, Translation und Proteinverarbeitung abschließen. Und das Zielprotein ist strukturell und funktionell identisch mit dem natürlichen Protein18. Gleichzeitig sind die embryonalen Zellen von Drosophila S2 halbsuspendierte Zellen, die über die Vorteile einer bequemen Kultur und einer schnellen Proliferation verfügen. In unserer Studie dienten embryonale Zellen von Drosophila S2 als In-vitro-Modell zum Nachweis des oxidativen Niveaus durch Regulierung der Expression des CG8005-Gens. Außerdem wurde in unserer Studie auch die Wirkung von NAC auf die Proliferation und Apoptose in embryonalen Zellen von Drosophila S2 untersucht19 .

Embryonale Zellen von Drosophila S2 wurden vom Drosophila Genomics Resource Center erhalten.

Die in dieser Studie verwendeten Reagenzien und Geräteinformationen lauten wie folgt: DMEM (Gibco, USA), fetales Rinderserum (Bioind, Israel), LipofectamineTM2000 (Invitrogen, USA), opti-MEM (Gibco, USA), Small Interfering RNA (Suzhou). Gema Gene), N-Acetyl-l-cystein (Shanghai Biyuntian), TRIzol-Reagenz (TaKaRa, Japan), Prime Script RT Reagent Ki Reverse-Transkriptionsanweisungen (TaKaRa, Japan), SYBG-Master-Mix-Farbstoff (TaKaRa, Japan), 2, 7-Dichlordihydrogenfluoresceinacetoacetat (DCFH-DA) und 1 uM Dihydroethidium (DHE) (Shanghai Biyuntian Biotechnology Co., Ltd.), DAPI (Invitrogen, USA). Temperaturinkubator (Shanghai Jinghong Experimental Equipment Co., Ltd.), quantitatives Fluoreszenz-PCR-Instrument Mx3000P (Agilent, USA).

Embryonale Zellen von Drosophila S2, die in einem Tank mit flüssigem Stickstoff bei –80 °C eingefroren waren, wurden nach dem Prinzip des langsamen Einfrierens und schnellen Auftauens wiederbelebt. Ein vollständiges Kulturmedium wurde auf Basis von DMEM (Gibco, USA) + 10 % fötales Rinderserum (Bioind, Israel) hergestellt. Embryonale Zellen von Drosophila S2 wurden bei einer konstanten Temperatur von 28 °C in einer CO2-freien Atmosphäre kultiviert. Die Zellen wurden in einer geeigneten Dichte kultiviert und zur weiteren Kultivierung und für nachfolgende Experimente in eine neue Kulturflasche geimpft.

Embryonale Zellen von Drosophila S2 wurden auf eine 6-Well-Platte in einer Dichte von 1,5 × 105 Zellen/ml für die Zelltransfektion gemäß den Anweisungen des Transfektionsreagenzes Liposom LipofectamineTM2000 (Invitrogen, USA) inokuliert. 15 μl Small Interfering RNA (siRNA, entworfen und synthetisiert von der Suzhou Jima Gene Company) wurden zu 250 μl Optim MEM hinzugefügt, und 15 μl LipofectamineTM2000 wurden zu 250 μl Optim MEM hinzugefügt. Diese beiden Lösungen wurden weitere 5 Minuten bei Raumtemperatur stehengelassen. Anschließend wurden zwei gemischte Lösungen vollständig geschmolzen und dann weitere 20 Minuten bei Raumtemperatur stehengelassen. Schließlich wurde eine Konzentration von 150 nmol/l Mischlösung zur Zelltransfektion in eine 6-Well-Platte gegeben. Nach 6 Stunden Transfektion wurde das neue Kulturmedium ersetzt und die Inkubation weitere 48 Stunden lang in einem Inkubator mit konstanter Temperatur fortgesetzt. siRNA-Informationen sind in Tabelle 1 aufgeführt.

S2-Zellen von Drosophila melanogaster wurden in einer Zelldichte von 1,5 × 105 Zellen/ml in eine Platte mit 6 Vertiefungen inokuliert. 1,25 mM NAC-Lösung, 2,5 mM NAC-Lösung, 5,0 mM NAC-Lösung, 3,75 μl PBS-Lösung, 7,5 μl PBS-Lösung und 15 μl PBS-Lösung wurden jeweils zur Vorbehandlung in jede Vertiefung gegeben. S2-Zellen wurden 1 Stunde lang co-inkubiert, um den intrazellulären ROS-Spiegel zu verändern. Dann wurden Negativkontrolle und 150 nmol/L siCG8005-Transfektionslösung (hergestellt gemäß Schritt 1.3.1, mit einem Endvolumen von 530 µl) in die entsprechende Platte mit sechs Vertiefungen gegeben. S2-Zellen wurden in einem Inkubator mit konstanter Temperatur co-inkubiert und führten eine Reihe experimenteller Vorgänge durch.

Die Gesamt-RNA wurde mit TRIzol-Reagenz (TaKaRa, Japan) extrahiert. Die RNA-Konzentration wurde mit einem UV-Spektrophotometer gemessen und die transkribierte RNA wurde gemäß den Anweisungen zur reversen Transkription von Prime Script RT Reagent Ki (TaKaRa, Japan) in cDNA umgewandelt. SYBG-Mastermix-Farbstoff (TaKaRa, Japan) wurde mit cDNA und entsprechenden Primern hergestellt, um ein Reaktionssystem zu bilden (Eisvorgang), das vollständig gemischt und kurz zentrifugiert wurde. Für die anschließende Reaktion wurde das quantitative Fluoreszenz-PCR-Gerät Mx3000P (Agilent, USA) verwendet. Als internes Referenzgen wurde Glycerinaldehyd-3-phosphat-Dehydrogenase (GAPDH) verwendet. Gemäß den Herstellervorschriften wurde die Standardkurve zur Berechnung der Mehrfachbeziehung mit Folds = 2 − ΔΔ CT verwendet, die die Ploidiebeziehung zwischen der Expression des Zielgens in der Versuchsgruppe und der Kontrollgruppe darstellt. Jedes Experiment wurde dreimal unabhängig voneinander wiederholt. (Tabelle 2).

Das ROS-Assay-Kit ist die häufig verwendete Methode zum Nachweis der ROS-Erzeugung basierend auf der Änderung der Fluoreszenzintensität des Fluoreszenzfarbstoffs DCFH-DA (2,7-Dichlorfluoresceindiacetat). Intrazelluläre ROS können nicht fluoreszierendes DCFH oxidieren, um fluoreszierendes DCF (Dichlorfluorescein) zu erzeugen. Nach entsprechender Behandlung für 48 Stunden wurden die S2-Zellen in 96-Well-Platten ausplattiert und mit 10 μM DCF für 30 Minuten bei 37 °C inkubiert. Nachdem das DCF entfernt worden war, wurden die Zellen mit PBS gewaschen und die Fluoreszenz der Zellen aus jeder Vertiefung wurde mit einem SYNERGY-Mikroplattenlesegerät gemessen. In der Zwischenzeit wurden die in 24-Well-Platten ausplattierten Zellen fotografiert und eine Fluoreszenzintensitätsanalyse wie für die DHE-Färbung beschrieben durchgeführt.

Die Zellapoptose wurde mit dem TUNEL-Assay gemäß den Protokollen des Herstellers bestimmt. Das TUNEL BrightRed Apoptosis Detection Kit wurde von Vazyme bezogen. Die Markierungslösung gemäß den Anweisungen in Tabelle 3.

Die Zelllebensfähigkeit embryonaler Drosophila S2-Zellen wurde mithilfe des CCK-8-Assays (Cell Counting Kit-8) nachgewiesen. Embryonale Zellen von Drosophila S2 wurden 12 Stunden lang in Platten mit 96 Vertiefungen (10 Zellen pro Vertiefung) inkubiert. Vorbereitetes 10 %iges CCK-8-Kulturmedium wurde in jede Vertiefung gegeben und dann eine weitere Stunde lang in einem Inkubator bei 37 °C koinkubiert. Die Absorption bei 450 nm wurde unter Verwendung eines Enzymimmunoassays nach 0, 24 und 48 Stunden Transfektion gemessen. Die OD-Werte wurden mit der GraphPad-Software aufgezeichnet und grafisch dargestellt.

Annexin V- und Propidiumiodid (PI)-Farbstoffe wurden als Fluoreszenzsonden verwendet, um die Apoptose mittels Durchflusszytometrie nachzuweisen. Embryonale Zellen von Drosophila S2 wurden gemäß den obigen Schritten transfiziert. Nach 48-stündiger Transfektion wurden die Zellen mit eiskaltem PBS bei 4 °C gewaschen. Anschließend wurde die Zellkonzentration basierend auf der Zellzählformel auf 1 × 106 Zellen pro Vertiefung eingestellt. 5 μl Annexin V-Alexa Fluor 647 und 10 μl PI-Lösung wurden in jedes Probenröhrchen gegeben und dann 15 Minuten lang bei Raumtemperatur im Dunkeln co-inkubiert. Zu jedem Probenröhrchen wurden 200 µl PBS gegeben und diese Proben anschließend mit einem FACS-Durchflusszytometer analysiert. Die Ergebnisse wurden mit der Flowjo-Software weiter organisiert und grafisch dargestellt.

Alle quantitativen Daten wurden als Mittelwert ± Standardabweichung (SD) von mindestens drei unabhängigen Probentests ausgedrückt. Statistische Vergleiche wurden mit dem Student-t-Test durchgeführt. Unterschiede wurden bei P < 0,05 als signifikant angesehen (*P < 0,05, **P < 0,01 und ***P < 0,001).

Zwei kleine interferierende RNAs (siCG8005-1 und siCG8005-2) wurden ausgewählt, um das CG8005-Gen in embryonalen Zellen von Drosophila S2 zum Schweigen zu bringen. Die quantitative Echtzeit-PCR wurde verwendet, um das Expressionsniveau von Messenger-RNA (mRNA) in der Negativkontrollgruppe, der siCG8005-1-Gruppe und der siCG8005-2-Gruppe, zu vergleichen. Wie in Abb. 1 gezeigt, war die Interferenzeffizienz des siCG8005-2-Fragments höher als die des siCG8005-1-Fragments (Abb. 1, P < 0,001).

Relativer CG8005-mRNA-Spiegel in Kontroll- und CG8005-siRNA-Zellen (CG8005-siRNA-1 und CG8005siRNA-2) zur Validierung der Knockdown-Effizienz. Die Fehlerbalken stellen den Mittelwert ± Standardabweichung (SD) aus drei Wiederholungen dar.

Als Lösungsmittel zum Auflösen des Schutzreagenzes wird im Allgemeinen phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) verwendet. Nachdem die embryonalen Zellen von Drosophila S2 mit unterschiedlichen Dosen PBS (3,75 μl, 7,5 μl, 15 μl) behandelt wurden, stieg die Anzahl der embryonalen Zellen von Drosophila S2 exponentiell an. Die Morphologie der embryonalen Zellen von Drosophila S2 blieb klein und rund, die halb in der Kulturflasche suspendiert waren. Der reaktive Sauerstofffänger N-Acetylcystein (NAC) ist ein häufig verwendetes Antioxidans, das die intrazelluläre ROS-Produktion hemmen könnte20. Nach 48-stündiger Behandlung mit unterschiedlichen NAC-Konzentrationen (1,25 mM, 2,5 mM, 5,0 mM) war die Anzahl der embryonalen Drosophila S2-Zellen signifikant erhöht, während der Wachstumszustand der Zellen im Vergleich zur PBS-Gruppe offensichtlich nicht beeinträchtigt wurde (Abb. 2).

Beobachtung des Wachstums embryonaler Zellen von Drosophila S2 nach NAC- und PBS-Behandlung. Maßstabsbalken: 30 μm.

ROS gelten als essentieller Stammzellregulator, der die Homöostase von Stammzellen beeinflussen kann, indem er die Differenzierung und Selbsterneuerung in verschiedenen Populationen von Stammzellen fördert21. Um zu untersuchen, ob dysfunktionelle CG8005-induzierte Spermatogonialdifferenzierungsdefekte mit oxidativem Stress zusammenhängen, wurde der Redoxzustand in der Gruppe der Negativkontrollen, siCG8005 und NAC + siCG8005, untersucht. Nach der Behandlung mit siCG8005 war der ROS-Spiegel in S2-Embryonalzellen dramatisch erhöht. Allerdings war die ROS-Erzeugung in der Gruppe von NAC + siCG8005, wie durch DHE- und DCF-Sonden beobachtet, in einem dosisabhängigen Effekt stark verringert (Abb. 3A-C).

Nachweis des ROS-Gehalts in embryonalen Zellen von Drosophila S2. (A) Fluoreszenzdiagramm von DHE und DCF-DA in S2-Zellen nach verschiedenen Behandlungen. Maßstabsbalken: 30 μm. (B) Quantitative Analyse der DHE-Färbung in S2-Zellen nach verschiedenen Behandlungen. (C) Quantitative Analyse der DCF-Färbung in S2-Zellen nach verschiedenen Behandlungen. Die Fehlerbalken stellen den Mittelwert ± Standardabweichung (sd) aus drei Wiederholungen in (B, C) dar.

Um die Wirkung von NAC auf die CG8005-vermittelte Apoptose in embryonalen Zellen von Drosophila S2 weiter zu untersuchen, wurde TUNEL-Reagenz zum Nachweis der Zellapoptose verwendet. Die Immunfluoreszenzergebnisse bestätigten, dass die TUNEL-positiven Signale bei der Aktivierung von oxidativem Stress signifikant erhöht waren. Die Zellapoptose konnte schrittweise gerettet werden, wenn die NAC-Konzentration allmählich ansteigt (Abb. 4A), was mit der quantitativen Analyse übereinstimmt (Abb. 4B). Die Analyse der Durchflusszytometrie zeigte, dass es nach der Eliminierung von CG8005 im Vergleich zur negativen Gruppe zu einem signifikanten Anstieg früher und später apoptotischer Zellen kam. Diese apoptotischen Zellen gingen jedoch nach der Behandlung mit der NAC-Intervention allmählich zurück (Abb. 4C, D).

Nachweis von Apoptose in embryonalen Zellen von Drosophila S2 nach verschiedenen Behandlungen. (A) TUNEL-Fluoreszenz in S2-Zellen nach der siCG8005- und NAC-Intervention. Maßstabsbalken: 30 μm. (B) Quantitative Analyse der TUNEL-Färbung nach verschiedenen Behandlungen. (C) Durchflusszytometrieanalyse von S2-Zellen nach verschiedenen Behandlungen. (D) Quantitative Analyse der Durchflusszytometrie-Apoptose nach verschiedenen Behandlungen. Die Fehlerbalken stellen den Mittelwert ± Standardabweichung (sd) aus drei Wiederholungen in (B, D) dar.

Die Proliferationsaktivität von S2-Embryonalzellen nach verschiedenen Behandlungen wurde mithilfe des CCK-8-Experiments zu verschiedenen Zeitpunkten nachgewiesen. Die Proliferationsaktivität der Zellen in der siCG8005-Gruppe war im Vergleich zur Negativkontrollgruppe gehemmt, die einen zeitabhängigen Effekt zeigte. Darüber hinaus wurde die Zellhemmung von S2-Embryonalzellen schrittweise aufgehoben, als die NAC-Konzentration anstieg. Es wird darauf hingewiesen, dass es keinen statistischen Unterschied im Zellproliferationsgrad zwischen der Negativkontrollgruppe und der siCG8005 plus NAC-Gruppe gab, was deutlich zeigt, dass das Antioxidans NAC die Zellapoptose hemmt und die Zellproliferation durch das Abfangen von ROS in embryonalen Zellen von Drosophila S2 fördert. (Abb. 5).

Proliferationsnachweis von Drosophila S2-Embryonalzellen nach den verschiedenen Behandlungen in den angegebenen Zeitintervallen. Die Fehlerbalken stellen den Mittelwert ± Standardabweichung (SD) aus drei Wiederholungen dar.

Oxidativer Stress wird mit verschiedenen Arten menschlicher Krankheiten in Verbindung gebracht, darunter Herz-Kreislauf-Erkrankungen, neurodegenerative Erkrankungen, Typ-II-Diabetes und bösartige Tumore22,23. Die Störung der Redoxhomöostase beeinflusst die Proliferation, Differenzierung und Teilung in verschiedenen Stammzellpopulationen24. Drosophila gilt als klassisches In-vivo-Modell im Bereich der Fortpflanzungssystemforschung und wird häufig zur Untersuchung männlicher Unfruchtbarkeit und Spermatogenese eingesetzt25,26. Wenn embryonale Zellen von Drosophila S2 schädlichen Reizen ausgesetzt werden, könnte sich eine große Menge reaktiver Sauerstoffspezies (ROS) in den Zellen ansammeln und letztendlich zum apoptotischen Tod führen27. Darüber hinaus ist das CG8005-Gen ein dominantes Expressionsgen in den Hoden von Drosophila und gilt nachweislich als einer der regulatorischen Faktoren in den testikulären Fortpflanzungsstammzellen von Drosophila20. Es häufen sich Hinweise darauf, dass CG8005, eine potenzielle Desoxythreonat-Synthase, am Zellzyklus, am Zerfall der Messenger-RNA und an Stressreaktionen beteiligt ist und auch eng mit der Redoxhomöostase zusammenhängt. Es gibt jedoch nur wenige verwandte Untersuchungen zur biologischen Funktion und zum Regulationsmechanismus des CG8005-Gens in embryonalen Zellen von Drosophila S2.

In der aktuellen Studie induzierte der Abbau von CG8005 eine Reihe von ROS-Produktionen, die dann durch die Behandlung mit NAC-Interventionen eliminiert wurden, was darauf hindeutet, dass CG8005 den oxidativen Stress in embryonalen Zellen von Drosophila S2 regulieren könnte. Im vorherigen Bericht von Professor Yu et al.20,21 wurde CG8005 als Regulator der Nischenhomöostase von Stammzellen in Drosophila testes identifiziert, und der Abbau von CG8005 konnte die ROS-Konzentration in S2-Zellen effektiv erhöhen, was dem Befund von ähnelte unsere Experimente. Es ist bekannt, dass ROS eine entscheidende Rolle in biologischen Prozessen spielen. wohingegen eine hohe Konzentration an ROS zu oxidativen Schäden an zellulären Biomolekülen führen und dadurch zum Zelltod beitragen könnte, beispielsweise zur Zellapoptose28. NAC, ein häufig antioxidativer Fänger, wurde normalerweise verwendet, um die intrazelluläre ROS-Erzeugung zu hemmen und so das Zellüberleben zu erhöhen, was auch dem vorherigen Bericht ähnelte29.

Das CG8005-Gen in embryonalen Zellen von Drosophila S2 könnte die Proliferation und Apoptose von embryonalen Zellen von S2 regulieren, indem es die Redoxhomöostase reguliert, und das Antioxidans NAC könnte die Zellapoptose hemmen und die Zellproliferation fördern, indem es ROS in embryonalen Zellen von Drosophila S2 abfängt, was voraussichtlich neuartige Ergebnisse liefern wird Erkenntnisse zur Pathogenese männlicher Unfruchtbarkeit und Spermatogenese.

Alle während dieser Studie generierten oder analysierten Daten sind in diesem veröffentlichten Artikel enthalten.

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Diese Arbeit wurde vom Young Talents Training Program der Jiangsu University (5521470000), der Key Research Foundation of Zhenjiang Social Development (SH2018065, SH2022066), der China Postdoctoral Science Foundation (2022M711721) und dem Medical Education Collaborative Innovation Fund der Jiangsu University (JDY2022002) unterstützt.

Abteilung für medizinische Gynäkologie, angegliedertes Krankenhaus der Jiangsu-Universität, Zhenjiang, 212000, Volksrepublik China

Wanyin Chen

Abteilung für medizinischen Ultraschall, angegliedertes Krankenhaus der Nantong-Universität, Nantong, 226006, Volksrepublik China

Yifei Yin

Abteilung für medizinischen Ultraschall, angegliedertes Krankenhaus der Jiangsu-Universität, Zhenjiang, 212000, Volksrepublik China

Zheng Zhang

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Konzeption und Design der Experimente: WYC und ZZ. Durchführung der Experimente: YFY und ZZ. Beigesteuerte Reagenzien/Materialien/Analysewerkzeuge: YFY. Verfasser der Arbeit: WYC. Alle Autoren haben das endgültige Manuskript gelesen und genehmigt.

Korrespondenz mit Yifei Yin oder Zheng Zhang.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Chen, W., Yin, Y. & Zhang, Z. Auswirkungen von N-Acetylcystein auf die durch das CG8005-Gen vermittelte Proliferation und Apoptose von Drosophila S2-Embryonalzellen. Sci Rep 13, 12502 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-39668-4

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Eingegangen: 3. April 2023

Angenommen: 28. Juli 2023

Veröffentlicht: 02. August 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-39668-4

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